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Tipo: Apuntes
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que para obtener el grado de Maestro en Ciencias presenta:
Christine Johanna Band Schmidt
La Paz, B.C.S., abril de 1999.
GLOSARIO. RELACION DE FIGURAS. RELACION DE TABLAS. RESUMEN. ABSTRACT l.- INTRODUCCION. ll.- ANTECEDENTES. 2.1.- Composición bioquímica de las microalgas. 2.2.- Chaetoceros sp. 2.3. - Neochloris oleoabundans. 2.4.- Dunaliella sp. 2.5.- Artemia en la acuicultura. 2.6.- Requerimientos nutricionales de Artemia. 2.7.- Poblaciones de Artemia en Oaxaca. III.- JUSTIFICACION. IV.- OBJETIVOS. V.- AREA DE COLECTA. VI.- METODOLOGIA. 6.1.- Origen de las cepas y condiciones de cultivo. 6.1.1,- Cepas. 6.1.2.- Aislamiento de Dunaliella sp. 6.1.3.- Medios de cultivo. 6.1.4.- Condiciones de cultivo. 6.2.- Curvas de crecimiento. 6.2.1.- Raciones. 6.3.- Procesamiento de las muestras de microalgas. 6.3.1.- Biomasa. 6.3.2.- Paquete celular. 6.3.3,- Proteínas y carbohidratos. 6.3.4.- Lípidos totales. 6.4.- Obtención de nauplios de Artemia. 6.4.1,- Colecta de quistes. 6.4.2.- Lavado de quistes. 6.4.3.- Secado. 6.4.4.- Hidratación de quistes. 6.4.5.- Descapsulación. 6.4.6.- Incubación. 6.4.7.- Nauplios. 6.5.- Control de organismos y sobrevivencia. 6.6.- Formación de parejas y producción de progenie. 6.7.- Procesamiento de las muestras de Artemia. 6.7.1.- Recolecta de adultos. 6.7.2.- Biomasa. 6.7.3.- Proteínas, lípidos y carbohidratos. 6.8.- Tratamiento estadístico. VII.- RESULTADOS. 7.1.- Cultivo de microalgas. 7.1.1.- Aislamiento. 7.1.2.- Curvas de crecimiento. 7.1.3.- Composición bioquímica. 7.2.- Cultivos de Artemia. 7.2.1.- Condiciones de cultivo 7.2.2.- Porcentaje de sobrevivencia. 7.2.3.- Crecimiento. 7.2.4.- Estadios. 7.2.5.- Formación de parejas.
I ll III V VI 1 3 3 4 4 5 6 8
10 13 14 15 17 17 17 17 17 18 18 18 19 19 19 20 20 20 20 20 21 21 21 21 21 21 22 22 22
Artemia: crustáceo primitivo de los anostracos perteneciente a la subclase Branchiopoda; se caracteriza por presentar un cuerpo alargado y carecer de caparazón rígido. Tiene un elevado valor económico por su aplicación en la acuicultura.
Carbohidratos: compuestos orgánicos integrados por carbono, hidrógeno y oxígeno, incluyen los azúcares, almidones y celulosas.
Eficiencia de eclosión: número de nauplios que se producen a partir de 1 g de quistes secos cuando se les incuba bajo condiciones estándar de eclosión (48 horas de incubación, agua de mar a 35 “Io saturada de oxígeno a 25OC, mínimo de 1000 lux de iluminación y pH entre 8 y 8.5).
Estrés: estímulo o sucesión de estímulos de tal magnitud que tienden a alterar la homeostasis de un organismo.
Lípidos: compuesto perteneciente a una clase de sustancias que contienen hidrocarburos alifáticos de largas cadenas y sus derivados, tales como ácidos grasos, alcoholes, aminoalcoholes y aldehídos.
Metanauplio: estado larvario primitivo de ciertos crustáceos decápodos caracterizados por poseer siete pares de apéndices, sigue al estado de nauplio. Se inicia con la primera muda y comprende cuatro estadios de desarrollo. En el primer estadio se inicia la ingestión de alimento por filtración.
Microalga: microorganismo fotosintético no vascular que contiene clorofila “al’ y posee estructuras reproductoras simples.
Nauplio: estado larvario con cuerpo insegmentado y oval, posee tres pares de apéndices: anténulas unirramadas, antenas y mandíbulas birramadas. En Attemia abarca desde que el nauplio emerge del quiste hasta la primera muda.
Porcentaje de eclosión: número de nauplios que pueden ser producidos a partir de 1 OO quistes hidratados y conteniendo un embrión.
Postmetanauplio: incluye siete estadios de desarrollo, se completa el número de somitas del tronco y el inicio de la transformación de las antenas hacia su forma y función definitiva.
Proteínas: cualquier tipo de polímero de alto peso molecular compuesto por una gran variedad de aminoácidos unidos por enlaces peptídicos.
Tasa de sincronía: tiempo transcurrido entre la eclosión del 10% y el 90% del total de los nauplios eclosionables.
II
Figura l.- Localización del area de colecta.
Figura 2.- Concentración celular de Chaefoceros MII. Valores calculados y observados.
Figura 3.- Concentración celular de Dunabella sp. Valores calculados y observados.
sp. cultivada en medio f/2 y medio
cultivada en medio f/2 y medio MII.
Figura 4.- Concentración celular de Neochloris oleoabondans cultivada en medio f/2 y medio MII. Valores calculados y observados.
Figura 5.- Arcoseno de la raíz cuadrada del porcentaje de sobrevivencia hasta el inicio de la formación de parejas en la Artemia San Francisco y Artemia de La Colorada alimentadas con Chaefoceros sp. y DunalieJa sp. con un valor de confianza de 0.05.
Figura 6.- Gráfica de interacción de dos vías de la talla de Artemia de San Francisco y Artemia de La Colorada hasta los nueve días de edad alimentadas con Chaetoceros sp. con un valor de confianza de 0.05.
Figura 7.- Gráfica de interaccion de dos vías de la talla de Artemia de San Francisco y Artemia de La Colorada hasta los siete días de edad alimentadas con Dunabella sp. con un valor de confianza de 0.05.
Figura 8.- Logaritmo natural de la talla en micras de Artemia San Francisco alimentada con Chaetoceros sp. y Dunabella sp.
Figura 9.- Logaritmo natural de la talla en micras de Artemia La Colorada alimentada con Chaefoceros sp. y Dunaliella sp.
Figura lo.- Regresión exponencial de Artemia San Francisco alimentada con Chaetoceros sp. y Dunaliella sp.
Figura 1 l.- Regresión exponencial de Artemia La Colorada alimentada con Chaetoceros sp. y Dunaliella sp.
Figura 12.- Regresión exponencial de Arfemia San Francisco y La Colorada alimentada con Chaefoceros sp. hasta el día nueve.
Figura 13.- Arcoseno de la raíz cuadrada del porcentaje de formación de parejas de Artemia San Francisco y Ademia La Colorada alimentadas con Chaetoceros sp. y Dunaliella sp. con un valor de confianza de 0.05.
Figura 14.- Gráfica de interacción de dos vías del número total de parejas de Artemia San Francisco y Artemia La Colorada alimentadas con Chaetoceros sp. y Dunaliella sp. con un valor de confianza de 0.05.
Figura 15.- Grafica de interacción de dos vías del número de nauplios de Artemia San Francisco y Artemia La Colorada alimentadas con Chaetoceros sp. y Dunaliella sp. con un valor de confianza de 0.05.
Figura 16.- Gráfica de interacción de dos vías de la relación nauplioslpareja de Artemia San Francisco y Artemia La Colorada alimentadas con Chaefoceros sp. y Dunabella sp. con un valor de confianza de 0.05.
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III
Tabla l.- Géneros de algas que se utilizan más frecuentemente como alimento para Artemia sp.
Tabla 2.- Registro de salinas del Estado de Oaxaca (México), datos hasta junio de
Tabla 3.- Raciones diarias de alimento para Arfemia franciscana alimentada con Chaetoceros sp., Dunaliella sp. y Neochloris oleoabundans.
Tabla 4.- Modelo lineal del logaritmo natural de las concentraciones celulares de Chaetoceros sp., Dunaliella sp. y N. oleoabundans cultivadas en medio f/2 y medio MIII.
Tabla 5.- Análisis de covarianza de la densidad celular de Chaetoceros sp. cultivada en medio f12 y medio MIII del primer día hasta el segundo y del primer día hasta el tercero respectivamente.
Tabla 6.- Análisis de covarianza de la densidad celular de Dunaliella sp. cultivada en medio f/2 y medio MIII desde el primer día hasta el tercero.
Tabla 7: Análisis de covarianza de la densidad celular de N. oleoabundans cultivada en medio f/2 y medio MIII del primer día hasta los nueve días.
Tabla 8.- Valores de tasa de crecimiento, tiempo de generación y número de generaciones por día de Chaetoceros sp., Dunaliella sp. y N. oleoabundans; en medio f/2 y medio MIII.
Tabla 9.- Contenido de carbohidratos, proteínas y lípidos en Chaetoceros sp., Neochloris oleoabundans y Dunaliella sp. en medio f/2 y medio MIII (valores medios y desviación estándar).
Tabla lo.- Condiciones fisicoquímicas en los acuarios con Artemia de San Francisco y Artemia de La Colorada alimentados con tres especies de microalgas cultivadas en medio f/2 (valores medios y desviación estándar).
Tabla 1 l.- Porcentaje de sobrevivencia de Artemia de La Colorada y Arfemia San Francisco al alimentarlas con tres especies de microalgas hasta el inicio de la formación de parejas (valores medios y desviación estándar).
Tabla 12.- Análisis de varianza de dos vías para el arcoseno del porcentaje de sobrevivencia de Artemia de San Francisco y La Colorada alimentadas con las dietas de Chaetoceros sp. y Dunaliella sp. con un valor de confianza de 0.05.
Tabla 13.- Tallas y estadíos de Arfemia San Francisco y Artemia de La Colorada alimentadas con tres dietas hasta el noveno día del cultivo.
Tabla 14.- Análisis de varianza triple para las tallas (Pm) transformadas a In de las cepas de Arfemia con las dietas de Chaetoceros sp. y Duna/ie//a sp. durante siete días con un valor de confianza de 0.05.
Tabla 15.- Análisis de regresión realizado con los datos ajustados al modelo exponencial para todos los tratamientos hasta el día siete con un valor de confianza de 0.05.
Tabla 16.- Análisis de covarianza de los modelos obtenidos hasta los siete días de cultivo con un valor de confianza de 0.05.
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RESUMEN
Con el propósito de emplear microalgas endémicas para el cultivo de Artemia regional, se aislo una microalga de la salina La Colorada, ubicada en el municipio de Santiago Astata, Oax., la cual se identificó tentativamente como Dunabella sp. Esta microalga junto con Chaefoceros sp. y Neochloris oleoabondans se cultivo en dos medios de cultivo: el f/2 de Guillard y un medio no convencional, preparado con fertilizantes agrícolas (MIII). Se comparo el valor nutritivo de las tres microalgas cultivadas en medio f/2 al alimentar nauplios eclosionados de quistes de la salina La Colorada y nauplios de quistes de San Francisco. Los nauplios se alimentaron con raciones diarias progresivas desde 150 hasta 2750 x lo3 cel/ml, evaluando la sobrevivencia, el crecimiento, la duración de estadios, el número de parejas formadas, la produccion de nauplios y la composicion bioquímica en porcentaje de peso seco total de proteínas, carbohidratos y lípidos. En las tres cepas de microalgas hubo una diferencia significativa entre las tasas de crecimiento al ser cultivadas en medio f/2 y medio MIII, Chaefoceros sp. y Dunaliella sp. presentaron mayores tasas de crecimiento en medio MIII y N. oloeabuncfans en medio f/2. Las densidades del cultivo en todos los casos fue menor en medio MII. El contenido de proteínas de Chaefoceros sp. fue más elevado en medio MIII (40.2 11 1%) que en medio f12 (25.5 + 8%). Dunaliella sp. presento mayor contenido de carbohidratos en medio MIII que en medio f/2 (49.3 + 3% y 15.5 + 5% respectivamente). N. olóeabundans presento mayor contenido de carbohidratos en medio f/2 que en medio MIII. Tanto Artemia de La Colorada como Arfemia de San Francisco, al ser alimentadas con las dietas de Dunabella sp. y Chaetoceros sp., presentaron una sobrevivencia arriba del 60%. El análisis de covarianza correspondiente indica que no existe una diferencia importante en la velocidad de crecimiento entre las dos cepas de Arfemia con la dieta de Chaetoceros sp. y Dunalieella sp. pero sí en las tallas alcanzadas, siendo mayor con la dieta de Chaefoceros sp. para Arfemia de San Francisco y para Arfemia de La Colorada con la dieta de Dunabella sp. Arfemia de San Francisco con la dieta de Chaefoceros sp. presento mayor número de parejas, en Arfemia de La Colorada no se observaron diferencias significativas en la formación de parejas con las dietas de Chaefoceros sp. y Dunaliella sp. Al alimentar a Arfemia de San Francisco y Arfemia de La Colorada con Chaefoceros sp. hubo una mayor producción de nauplios. Arfemia de La Colorada alimentada con Dunaliella sp. alcanzó en menor tiempo la fase adulta que con la dieta de Chaefoceros sp. N. oleoabundans no es una dieta adecuada para Arfemia, ya que hubo una gran mortalidad desde los estadios iniciales. Dado los resultados se considero que Arfemia de La Colorada y Arfemia de San Francisco podría ser alimentada con Dunaliella sp. y Chaefocefos sp. Para comparar las curvas de crecimiento de las microalgas se utilizo el analisis de covarianza. Se emplearon tres repeticiones por dieta y se realizaron analisis estadísticos de Bartlett y Kolmogorov-Smirnov, prueba “t” de Student y análisis de varianza bi y trifactoríal con un cc de 0.05, realizando una transformación arcoseno previa a los datos expresados en porcentaje.
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El objetivo principal en la producción de alimento vivo es establecer una cadena alimenticia controlada, que normalmente inicia cultivando células algales microscópicas para alimentar a organismos zooplanctónicos, los cuales a su vez servirán de alimento a peces y/o invertebrados. Sin este requisito la red alimenticia en un sistema intensivo se encuentra incompleta, por lo cual los acuicultores tratan de superar esta deficiencia racionando alimentos en forma de hojuelas, mezclas gelatinizadas, refrigerados y/o congelados. A pesar de los cuidados que se tengan al utilizar alimentos no vivos o procesados, generalmente se tienen problemas debido a deficiencias nutricionales o por degradación de la calidad del agua. Experiencias en el cultivo de peces e invertebrados acuáticos en sus primeros estadios han demostrado que se obtiene una mayor sobrevivencia al utilizar alimento vivo exclusivamente o combinándolo con algún alimento inerte (Johnson, 1976; Hoff y Snell, 1993).
Desde el punto de vista nutricional, las microalgas son una fuente de macronutrientes (proteínas, carbohidratos, lípidos), micronutrientes (vitaminas y minerales) y en el grupo de los lípidos los ácidos grasos esenciales; además proveen de pigmentos que acentúan la coloración en organismos que los ingieren (Hoff y Snell, 1993). De acuerdo a las características anteriores las microalgas son una buena fuente alimenticia para organismos como corales, esponjas, rotíferos, balanos, poliquetos, ascidias, moluscos, crustáceos y peces (Hoff y Snell, 1993); por lo que un sistema acuicultural debe contar con métodos eficientes de producción que garanticen la cantidad y calidad de las microalgas ya que constituye un paso indispensable para la continuidad del sistema.
Por otra parte, se han utilizado varias especies de microalgas en la acuicultura que no siempre son adecuadas para mantener el crecimiento de un organismo en particular. Lo anterior se debe a que existen diferencias de tamaño, digestibilidad y valor nutricional; este último depende principalmente de la composición bioquímica de la microalga y de las necesidades nutricionales específicas del organismo a cultivar (Brown et al., 1989).
Dentro de las especies más frecuentemente utilizadas en la acuìcultura se encuentran las siguientes: Skelefonema cosfafum, Thalassiosif-a pseudonana, Phaeodactylum tricornutum, Chaefoceros^ calcitrans,^ Pavlova lutheti, Isochrysis galbana, Isochrysis sp. “Thaití”, Tetraselmis suecica, Dunaliella salina, Spirulina sp., Monochtysis lutheri, Chlorella sp., Scenedesmus sp. y Tetraselmis chui (Le Borgne, 1990).
El tipo y las concentraciones de microalgas, son problemas de importancia primaria en la acuicultura y por esto las investigaciones en este sentido son de gran utilidad. En general, se busca obtener a través del suministro de una dieta específica la máxima tasa de crecimiento posible del organismo en cultivo, con lo cual se consigue una optimización espacial de las
Introducción
2 instalaciones, del tiempo de cultivo y de la biomasa obtenida por unidad de volúmen y tiempo, que dan como resultado una reducción en los costos de producción (Sommer et al., 1990).
Es importante señalar que no es suficiente mantener una elevada producción algal, sino que también hay que transferir eficientemente este alimento a organismos alimentados con microalgas (Fábregas ef al., 1986). Para que esto se logre, se debe de tomar en cuenta al menos tres características de la célula: composición bioquímica, tamaño y digestibilidad (Fernández-Reiriz et al., 1989), así como considerar la técnica de cultivo (continuo, semicontínuo), tasa de dilución, concentración y nutrientes requeridos, factores fisicoquímicos y la fase de crecimiento en que se coseche a las micr?algas (Fábregas et al., 1989; Fogg y Thake, 1987).
Un sistema acuícola frecuentemente inicia la trama alimenticia con la producción de: microalgas y zooplancton (como rotíferos, cladóceros y Arfemia). Para desarrollar proyectos de acuicultura es importante la producción de alimento vivo, con métodos eficientes que garanticen la cantidad y calidad de la producción para la continuidad del sistema.
A pesar de que la Arfemia no forma parte de la dieta natural de peces y crustáceos, se ha usado ampliamente en la acuicultura como alimento de dichos organismos, debido principalmente a su calidad nutricional, ciclo biológico de 12 a 17 días y a la facilidad de su manejo en el laboratorio, ya que al formar quistes, estos se pueden utilizar cuando se requieran, bastando solamente ponerlos en condiciones favorables de salinidad, temperatura, oxígeno, pH e iluminación (Castro y Gallardo, 1985).
La calidad nutricional de la Arfemia varía tanto geográfica como temporalmente de una cepa a otra, así como con el alimento que se le ofrezca. En el medio natural su principal fuente de alimentación son microalgas, bacterias y detritus; sin embargo en cultivo se han probado alimentos provenientes de diversas fuentes, tales como levaduras, bacterias, microalgas, salvado de trigo, de arroz, microencapsulados, etc. (Castro y Gallardo, 1985; Chiu-Liao ef al., 1986). Dentro de las microalgas que cumplen con sus requerimientos nutricionales se encuentran Pavlova luthef-i, Teff-aselmis maculafa, lsochrysis galbana, Rhodomonas sp. (Provasoli et al., 1970) y Chaefoceros sp. (Arriaga-Haro, 1993)..
Por otra parte, a pesar de que la alimentación en cultivos de moluscos, peces y crustáceos se basa en cepas de Arfemia comerciales de una calidad nutricional conocida, representa una inversión fuerte en el desarrollo de un cultivo, el utilizar cepas regionales podría ser una manera de abaratar los costos de producción. El interés de este proyecto fue el de realizar estudios nutricionales con especies de microalgas regionales para alimento de dos cepas de Arfemia, una regional colectada de la salina de La Colorada, Oaxaca (México) comparándola con una cepa de Attemia comercial de la Bahía de San Francisco, CA., EE.UU.
células microalgales pueden cambiar considerablemente con variaciones de las condiciones de cultivo (Abalde et aI., 1995).
En las algas verdes, los ácidos grasos saturados pueden constituir del 15 al 30% de los ácidos grasos totales; en las diatomeas constituyen del 30 al 40%. Las microalgas verdes presentan (^) bajas concentraciones de ácidos grasos monoinsaturados (520%) y altas concentraciones de poliinsaturados @O-80%). Los niveles de ácidos grasos poliinsaturados 20:5(n-3) y 22:6(n-3) son importantes para la nutrición de organismos a cultivar (Watanabe et al., 1983; Brown et al., 1989).
2.2.- Chaefoceros sp:
Es una microalga unicelular, pero puede formar cadenas al interconectar las espinas con células adyacentes. Al observar las células lateralmente presentan una forma cuadrada, 12-14 pm de largo y 15-17 pm de ancho, con espinas que sobresalen de las esquinas. Las células pueden formar cadenas de lo-20 células alcanzando una longitud de 200 Pm. Cuando se cultiva con aereación fuerte no forma cadenas. Se utiliza como alimento en cultivos de rotíferos, almejas, ostiones y larvas de camarón (Rosen, 1990).
En el caso particular de esta cepa, se ha empleado en establecimientos comerciales para la alimentación de larvas de peneidos, de Crassosfrea gigas y de Myfi/us galloprovincialis. En el laboratorio de Acuicultura del CICESE, se ha empleado con éxito para el cultivo de Artemia y para varios moluscos bivalvos. Puede cultivarse en agua salobre (12 ppm) sin que se modifique su tasa de crecimiento. Su composición proximal y bioquímica, así como su tasa de crecimiento, puede ser modificada utilizando luz azul sola o mezclada con luz blanca (Trujillo-Valle, 1993). Puede preservarse por congelación a -2O’C por lo menos durante dos meses, sin alterar su composición bioquímica. La preservación en seco causa una pérdida importante de lípidos (Cordero-Esquive1 et al., 1993).
Correa-Reyes (1993) utilizó Chaefoceros sp. cultivado bajo tres diferentes tipos de luz (blanca, azul y mezcla de ambas), para alimentar a A. franciscana, obteniendo una sobrevivencia de 89.8% con luz azul, 81.22% con luz azul mezclada y con luz blanca de 30.41%.
2.3.- Neochloris oleoabundans:
Neochloris oleoabundans, es una microalga edáfica de^ ambientes^ semi- áridos. Su diámetro varía de 6 a 25 Pm, es uninucleada, presenta una pared celular que se engrosa más de un extremo que de otro y un cloroplasto parietal en forma de copa.- En cultivos de 3 o más semanas, se encuentran las células con cantidades considerables de gotas de aceite. La reproducción es mediante zoosporas ovoides biflageladas (Archibald, 1973). Antecedentes
c
N. oleoabundans tiene un alto contenido de lípidos totales en base a su peso seco y está constituido principalmente por triacilgliceroles. A bajas concentraciones de nitrógeno, los lípidos totales van desde 35 a 54% en base a su peso seco, y de estos, más del 80% de los lípidos totales son triacilgliceroles (Tornabene et al., 1983). El contenido de lípidos también se incrementa al aumentar la concentración de NaCI en el medio (Vázquez- Duhalt y Arredondo- Vega, 1990).
N. oleoabundans resiste cambios de salinidad de 0 a 35 ppm de NaCI. El efecto inmediato más importante es un decremento en el contenido de polisacáridos y un incremento en el contenido intracelular de sacarosa que contribuye a la osmorregulación de la célula (Band-Schmidt et al., 1992).
2.4.- Dunaliella sp.:
Las microalgas del género Dunaliella sp. pertenecen a la División Chlorophyta, son unicelulares, ovoides y presentan dos flagelos polares. Su reproducción es asexual (división longitudinal) y sexual isogámica (Bold y Wynne, 1978).
Se puede encontrar en agua dulce, salobre, en habitats extremadamente salinos (hasta 330 ppt) y en suelo (Bold y Wynne, 1978; Borowitzka y Borowitzka, 1988). En ambientes hipersalinos frecuentemente es uno de los principales productores primarios (Borowitzka, 1981). También presenta un amplio rango de tolerancia al pH (l-l 1) (Borowitzka y Borowitzka, 1988).
Este es uno de los géneros más estudiados en cultivos a nivel masivo, dado su capacidad de acumular p-caroteno y glicerol (Ben-Amotz, 1980; Borowitzka y Borowitzka, 1988). Carece de pared celular rígida lo que facilita su digestión. Es una fuente de proteína unicelular, vitaminas y se utiliza como complemento para alimentos de peces (Fábregas y Herrero, 1985; 1986). La composición celular aproximada de este género es de 50% de proteínas, 20% de carbohidratos y 8% de lípidos (Spectorova et al., 1982). Bajo ciertas condiciones de cultivo puede acumular hasta el 80% de carotenos respecto a su peso seco (Ben-Amotz et al., 1982), esto se favorece en condiciones de alta salinidad, temperatura e intensidad luminosa.
Antecedentes
7
único suministro regular y en cantidad suficiente lo ofrecen los quistes procedentes del Gran Lago Salado, cuyo inadecuado valor nutritivo obliga al empleo de sustancias enriquecedoras de sus nauplios, lo cual limita su uso a ciertas fases de vida larvaria (Navarro, 1990).
En la década de los 8O’s, los trabajos de investigación sobre las propiedades nutritivas de Arfemia se intensificaron en cuanto a conocer el contenido de ácidos grasos y aminoácidos esenciales de las distintas cepas (Fujita et al., 1980; Watanabe et al., 1980 y Léger et al., 1986). Simultáneamente se establecieron los criterios de eclosión que permitieron seleccionar las cepas con mejor viabilidad y mejor velocidad de emergencia (Sorgeloos et al., 1986).
Ante tales circunstancias, se está desarrollando una intensa actividad de localización y estudios de nuevas poblaciones de Arfemia en todo el mundo (Amat et al., 1990). En México hasta 1982 se tenían registradas 17 poblaciones naturales de Arfemia distribuídas en los siguientes estados de la República: Baja California Sur, Sonora, Sinaloa, Oaxaca, San Luis Potosí, Chiapas y Yucatán (Castro y Gallardo, 1985). Castro et al., (1987) trabajaron con ocho de ellas realizando descripciones climatológicas, faunísticas y florísticas en cada habitat, así como estudios biométricos de los quistes, sin embargo, aún faltan estudios desde el punto de vista nutricional. La producción en salinas pequeñas, a pesar de no contribuir de manera significativa al suplemento mundial de quis’tes, provee oportunidades para el desarrollo de comercios locales (Sorgeloos ef al., 1987a; Bengston ef al., 1991). Es de vital importancia determinar la calidad nutricional de la cepa de Attemia empleada, ya que este valor nutricional, varía tanto geográficamente como temporalmente de una cepa de Artemia a otra.
A pesar de los recientes avances en la formulación de dietas preparadas, el alimento vivo como Arfemia es esencial para el desarollo de la acuicultura ya que todavía no se ha encontrado un alimento adecuado que lo sustituya en la alimentación de especies marinas y dulceacuícolas en cultivo (Abalde et al., 1995), como los peces y crustáceos (Hoff y Snell, 1993). También es utilizado para alimentar diversos grupos de organismos como los foraminíferos, celenterados, poliquetos, calamares, insectos, quetognatos, crustáceos y peces (Sorgeloos, 1979). A más del 85% de los organismos marinos cultivados se les ha ofrecido Arfemia como una fuente de alimento, ya sea combinándolo con otros alimentos o solo (Kinne, 1977).
En la mayoría de los casos se utiliza Arfemia en el estadio de nauplio recién eclosionado, sin embargo, existen reportes de que la Artemia adulta es mejor alimento para varios depredadores presentando las siguientes ventajas nutricionales (Kelly ef al., 1977; Purdom y Preston, 1977; Sorgeloos, 1979):
a) Es 20 veces más grande y aumenta 500 veces más en peso que los nauplios recién eclosionados (Reeve, 1963).
Antecedentes
b) Su valor nutritivo cambia considerablemente durante el crecimiento: el contenido de lípidos disminuye de un 20% a menos del 10% del peso seco, y el contenido de proteínas incrementa de 42% a más del 60% (Von Hentig, 1971; Helfrich, 1973).
c) Hay mayor sobrevivencia, crecimiento más rápido y mayor desarrollo de color que al utilizar otras dietas (Hoff y Snell, 1993).
d) Los nauplios son deficientes en histidina, metionina, fenilalanina y treonina, y la Arfemia adulta es rica en todos los aminoácidos esenciales (Stults, 1974; Gallagher y Brown, 1975; Watanabe et al., 1978; Claus ef al., 1979)
e) Es un crustáceo eurihalino, euritérmico y un filtrador no selectivo, pudiéndose alimentar de microalgas, levaduras, macroalgas, harinas, salvado de arroz y soya, entre otras (Castro et al., 1995a).
f) Presenta una alta eficiencia de conversión alimenticia y puede cultivarse a altas densidades (Helfrich, 1973; Sorgeloos y Persoone, 1975).
g) Presenta un período generacional corto.
h) Alta tasa de fecundidad (más de 100 nauplios cada 4 días).
i) Período de vida de más de 6 meses (Nimura , 1967; Ivleva, 1969).
j) Su exoesqueleto tiene un grosor de 1 micra lo que permite que se consuma el organismo sin procesarse.
k) Hay cientos de cepas naturales de Arfemia con distintas características (Abalde et al., 1995) y diferentes perfiles nutricionales.
2.6.-REQUERIMIENTOS NUTRICIONALES DE Artemia
Se ha demostrado en diversas ocasiones que la calidad nutricional de la Artemia puede modificarse a través de la dieta que se le proporcione. El alimento más abundante en el medio natural para Artemia son las especies de microalgas halotolerantes como Dunaliella sp., que probablemente constituyan su dieta principal. Otras microalgas que cumplen con sus requerimientos nutricionales se muestran en la siguiente tabla:
Antecedentes
10
Así, para este caso el aspecto más importante de su nutrición es el contenido y proporción de ácidos grasos. Los requerimientos de las diferentes especies de crustáceos no es uniforme, pero el 18:2 (n-6), 18:3(n-3), 20:5(n-3) y 22:6(n-3) pueden ser importantes (Castell, 1983).
Otros aspectos a considerar para la nutrición de Artemia que recomienda Castell (1983) son:
a) La relación óptima proteínas:carbohidratos está entre 1:3 y 15.
b) Los aminoácidos esenciales probablemente sean los mismos para crustáceos en general.
c) Los nucleótidos y esteroles exógenos son esenciales.
d) Las vitaminas esenciales son la tiamina, nicotinamina, Ca-pantotenato, piridoxina, riboflavina, ácido fólico y putrescina.
e) Los ácidos grasos poliinsaturados no son esenciales para el crecimiento pero si estimulan la reproducción.
2.7.- POBLACIONES DE Arfemia EN OAXACA
En la costa de Oaxaca existen diferentes cuerpos de agua hipersalina en los cuales se ha reportado la presencia de Artemia (Tabla 2), una de ella es la salina de La Colorada perteneciente al municipio de Santiago Astata, la cual presenta una extensión de 132 ha.
En La Colorada durante los meses de primavera (marzo a junio), es fácil encontrar en la orilla acumulaciones de quistes. Estos quistes no sólo se evidencian en la supetiicie del agua, en los bordes más externos y en las bandas de acumulación, sino que se encuentran también bajo las costras formadas al cuartearse los fondos que van quedando al descubierto (Porras ef al., 1994).
En cuanto a la composición bioquímica, la población de Artemia de la laguna La Colorada, es muy variable, esto se debe a los distintos aportes de alimento, así como al estado de desarrollo del individuo, considerando que de acuerdo a la profundidad y a los sedimentos registrados, existe gran cantidad de materia orgánica finamente particulada del bentos que se acumula como detrito en el tubo digestivo de Artemia, de acuerdo al valor de cenizas de las muestras de la laguna. La proteína en base al peso seco alcanzó 39.11 % como promedio y en base al peso húmedo 6.67% (Porras et al., 1994).
Antecedentes
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Tabla 2.- Registro de salinas del Estado de Oaxaca (México), datos hasta junio de 1990.
NOMBRE José Diego Ampl. Amparo La Colorada* Garrapatero* Laguna Grande Tehuantepec* S. de la Blanca Laguna Grande 2’ Laguna Grande 3’ Salinitas 2 Amp. 2 Cascalote* Amp. 2 Frayle* Descabezadero Amp. 1 Cascalote* Salinitas 4 Salinitas 3 Amp. 1 Frayle* Pta. Agua Cascalote Sta. Cruz Isla de León Duvaguichi El Frayle * El Amparo Sn. Ramón Contreras Laguna Vichi Tinongo Conchalito IV Mezquite S. Lodo Yucla Huelahuichana Buena Vista Suvacina
MUNICIPIO SUPERFICIE (ha) Santiago Astata 600 Juchitán (^) 138 Santiago Astata 131. Tehuantepec (^100) Tehuantepec 100
Tehuantepec 100 Tehuantepec 98 Tehuantepec 97 Santiago Pinotepa Nacional (^95) Uni6n de Hidalgo 88 Tehuantepec 83. Santiago Pinotepa Nacional (^83) Unión de Hidalgo 81. Santiago Pinotepa Nacional (^74) Santiago Pinotepa Nacional (^72) Tehuantepec 64. Juchitán 50 Unión de Hidalgo 35 Juchitán 32. Ixhuatán 28.59 _ Unión de Hidalgo 20 Tehuantepec 18 Juchitán 18 Juchitán 15 Sn Dionisio 13. Ixhuatán 12. Ixhuatán ll. Ixhuatán 9. Ixhuatán 9 Sn Dionisio 6. Juchitán 6 Unión de Hidalgo 6 San Dionisio 3. Xandani 0.
*salinas con presencia de Arfemia registrados en 1993-1994 (Porras et al., 1994).
Estos autores reportan un tamaño para quistes no tratados de 212.3 a 215.4 Pm para quistes no tratados, y para quistes descapsulados de 184.2 a 189.5 Pm. El tamaño de nauplio recién eclosionada varió entre 450 y 463 pm (Porras et al., 1994).
Posteriormente Castro y colaboradores (1995b) indican que para Artemia de la salina La Colorada el tamaño de los quistes hidratados y descapsulados presentan un diámetro de 240 pm y 225 pm respectivamente; la talla del nauplio recién eclosionado es de 432 Pm. Estas dimensiones son favorables para su utilización como alimento de larvas, ya sea de peces o crustáceos.
Antecedentes
